PUNCION CUTANEA

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 199 EMILIANO ZAPATA SALAZAR

 

“BIOMETRÍA HEMATICA”

NOMBRE DEL ALUMNO:
                        Ulises Iván Mota Velázquez
SEMESTRE:        
                  4º           
GRUPO:        
                “DM”
ESPECIALIDAD: 
                       Laboratorista clínico
PRACTICA NO:       2
                 “PUNCIÓN CUTÁNEA”

NOMBRE DEL PROFESOR:
                       Vicente Martínez Fragoso 

Fecha de realización: 
22 de febrero del 2012
Fecha de entrega:
29 de Febrero de 2012



OBJETIVO: 
Obtención de sangre por punción capilar o cutánea. 


MARCO TEORICO:



PUNCION CUTÁNEA

Se utiliza frecuentemente la punción cutánea cuando bastan pequeñas cantidades de sangre; por ejemplo en las determinaciones de hemoglobina, recuento de glóbulos blancos o rojos y de plaquetas, frotis de sangre y microanálisis bioquímicos. Se utiliza cuando la punción venosa resulta difícil, por ejemplo en los niños y en el caso de quemaduras extensas. 

En esta técnica la muestra se obtiene en pequeños tubos de vidrio ( 3mm de diámetro interno aproximadamente) que contienen anticoagulante heparina. En ésta forma puede obtenerse sin dificultad 0.5 ml de sangre completa( aproximadamente)Existen 3 lugares habituales para la punción cutánea: en la yemas de los dedos, lóbulo de la oreja y el talón del pie, ( bebés).Cualquiera que sea el lugar escogido, debe uno cerciorarse primero de que los vasos cutáneos estén dilatados y la sangre fluya libremente. De no ser así, se obtiene poca sangre, de composición muy distinta a la sangre venosa, debido, bien sea por concentración por estasis, o dilución con líquido intersticial ( por la presión ) o ambas. 





Material y Equipo 

* Torundas  
*  Tubos capilares
*  Lancetas desechables 
*  Portaobjetos 




Técnica: 


NOTA: Para este análisis no se necesita estar en ayunas 

1.- El lugar de elección se frota luego con alcohol, que se deja evaporar.
2.-Punzar la piel con una lanceta estéril desechable (2 mm de profundidad).  

3.-Usar gasa estéril para desechar la primera gota y recoger las siguientes en tubos capilares. Evitar comprimir la extremidad para obtener sangre porque se altera la composición sanguínea.  
4-. Se sello del extremo menos próximo a la sangre al fuego
5.- se coloco una gota pequeña en un porta objetos y con otra se realiza el frotis
6.- se tiñe con tinción de wrifth y se observa al microscopio con objetivo de inmercion.
7.- colocar los capilares en la micro centrifuga y esperar 8 minutos
5.- ya una vez terminado este tiempo sacar el tubo capilar y observar con la regleta para ver el nivel de hematocrito.



Hombre adulto 40 a 54 %
Mujer adulta 37 a 47 % 



¿QUÉ INDICAN LOS RESULTADOS ANORMALES?

Un índice bajo de Hematocrito puede deberse a:
* Anemia 
* Fallos en la médula ósea (Radiaciones, toxinas, fibrosis, tumores, etc.) 
* Embarazo  * Hemorragias  * Hipertirodismo 
* Hemolisis (destrucción de glóbulos rojos) por una transfusión 
* Leucemia 
* Problemas de alimentación 
* Artritis reumatoide

Un índice alto de Hematocrito puede deberse a:
* Cardiopatías 
* Deshidratación 
* Eclampsia (en el embarazo) 
* Enfermedades pulmonares crónicas 
*Exceso de formación de hematíes (eritrocitosis)
  * Policitemia vera  * Choque (shock)



Resultados:

Nuestra paciente obtuvo un hematocrito de 38 %.



Observaciones 
No hubo ninguna ya que el hematocrito en mujeres los valores normales son de 37 a 47 %.
En la tinción observamos granulocitos y plaquetas.

Bibliografía 

* Manual de realizar una biometría hematica dr
Vicente martinez fragoso

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO industrial Y de servicios No. 199

"EMILIANO ZAPATA SALAZAR"

MATERIA:

Desarrollar Técnicas Parasitológicas

PROFESOR:

Vicente Martínez Fragoso

NOMBRE DEL ALUMNO:

ULISES IVAN MOTA VELAZQUEZ

NO DE PRÁCTICA:

6

NOMBRE DE LA PRÁCTICA:

Técnicas macroscópicas coproparasitoscopicas

Tamizado

FECHA DE REALIZACIÓN:

17 de noviembre de 2011

FECHA DE ENTREGA:

1 de diciembre de 2011

TECNICAS MACROSCOPICAS COPROPARASITOSCOPICAS TAMIZADO

OBJETIVO:

Buscar macroscópicamente y microscópicamente las caracteriazticas morfologicas de los paracitos adultos enteros o fraccionados de los metazooarios. Para que después puedamossaber a qué tenia pertenecen estos de tal manera que se pueda dar un resultado correcto.

   

INTRODUCCIÓN:

La técnica de tamizado Permite observar directamente las características morfológicas de los parásitos adultos, enteros o fraccionados. tal es el caso de los helmintos: T. solium y T. saginata.

Es un parásito importante del hombre en aquellos lugares donde el consumo frecuente de la carne de cerdo y de res cruda o insuficientemente cocida, ya que la carne de estos animales puede contener las fases larvarias de las tenias mencionadas, las cuales se denominan metacéstodos o cisticercos.

Mediante el tamizado de las heces también es posible recuperar el escólex, sobre todo después de los tratamientos, el cual se observará bajo el microscopio para determinar sus características morfológicas.

La técnica nos favorece el estudio morfológico de estas tenias como se ha visto anteriormente en las clases ya sabemos como son morfológicamente estas tenias esta técnica generalmente se basa en la búsqueda de tenias. La técnica de tamizado nos permite encontrar macroscópicamente algunos proglotidos qu estos pueden ser estudiados mejor microscópicamente.

FUNDAMENTO:

Es una técnica que se fundamenta en el uso de diferentes tamices que van del másgrande al mas pequeño los que funcionan como filtros atrapando los materiales burdosque pudieran interferir con la observación, el método es de especial utilidad en los casosde teniasis, en los que con frecuencia los otros métodos de rutina dan resultadosnega

MATERIAL:

Coladera de tamiz fino

• Abatelenguas
• Caja Petri
• Agitador
• Portaobjetos
• Cubreobjetos

PROCEDIMIENTO:

1. Colocar pequeñas porciones de materia fecal en la coladera con ayuda del abatelenguas.

2. dispersar la muestra con el abatelenguas y agregarle agua hasta lograr un tamizado lo más limpio posible.

3.    Revisar cuidadosamente las partículas de las heces que hayan quedado en la coladera.

4.    Los parásitos encontrados colocarlos en una caja Petri con solución salina.

5.    Se identifica la parte del parásito o el parasito completo.

6.    Se reporta el género y la especie del parásito o parte del parasito.

7.    Se coloca este residuo sospechoso en un portaobjetos con una pequeña gota de solución salina y se observa al microscopio.

RESULTADOS:

MACROSCÓPICOS:

Lo que observamos fueron pequeños residuos de comida como semillas y pellejo de guayaba, restos de jitomate y cascara de este. No encontramos nada sospechoso asi que no pudimos realizar la viata microscopica.

CONCLUSIÓN:

la técnica de tamizado está basada real mente en encontrar estos parásitos macroscópicamente ya que se pueden enconcontrar por medio de la filtración estos se pueden observar macroscópicamente ya que algunos si se pueden ver y existen algunos que con ayuda del microscopio podemos observarlos para así poder observarlo mejor su morfología de este.

Mediante el tamizado es posible encontrar o recuperar el escólex el cual se observa microscópicamente para saber sus características morfológicas.

FUENTES DE INFORMACIÓN:

v  http://es.scribd.com/doc/5275620/MANUAL-DE-LABORATORIO-DE-PARASITOLOGIA

v  http://es.scribd.com/doc/51575922/4/METODO-DE-TAMIZADO

EXAMEN COPROPARASITOSCOPICO " directo"

Es el mas antiguo que se conoce y fue el primero utilizado por Antonio Van Lewenhooke en el siglo XVIII observando trofosoitos de Giargia Lambía.

Material

• Aplicador
• Porta objetos
• Cubre objetos
• Asa de platino
• mechero
• Solucion de lugol
• Solución salina

Procedimiento

Colocar en el porta objetos de una a do gotas de solución salina posteriormente se coloca muestra de heces (pasar el asa a fuego después introducirla ala muestra y colocarla en el porta objetos) por ultimo se observa en el microscopio.

Procedimiento 2

Se realiza el mismo procedimiento  pero se le agrega una gota de  lugol.

Conclusiones

En este método  que es el mas sencillo de todos pudimos observa residuos vegétales , grasa , jabones.

Método de concentración por sedimentación RITCHIE.

Fundamentos

Este método se utiliza  para el diagnóstico de parasitosis intestinales leves o moderadas.

  El empleo de éter y formaldehido, permite con el primero, liberar las formas parasitarias de las grasas, por disolución de las mismas y con el formol se fijan y conservan. La concentración se hace por centrifugaciones sucesivas. Unas ventajas que tiene este método es concentrar y no deformar las formas parasitarias, permite el transporte y almacenamiento de la materia fecal procesada antes de ser examinado. 

 Es efectivo aún en heces con cantidades  excesivas de grasas. Sin embrago, durante la sedimentación, aparte de concentrarse los  parásitos, se quedan reunidos también algunos otros materiales.  Es un método de concentración fecal muy parecido al de Faust, la única diferencia es que en  esta técnica se sedimentará en el fondo la materia fecal a examinar, y es útil para encontrar   huevecillos, quistes y trofozoitos muy pesados.

Material y equipo                                                              

·       Tubos  de ensaye cónicos de 15ml                            

·       Gasa                                                                        

·       Embudo                                                                     

·       Aplicadores

·       Pipeta Pasteur con bulbo

·       Cubre objetos

·       Porta objetos

·       Microscopio

·       Centrifuga

soluciones  

·         soluc. salina isotonica

·         soluc.de formaldehido

·         eter

Método

1.    Con el aplicador de madera se coloca aproximadamente 1 gr. De materia fecal en el vaso de precipitado, se añade 10 ml de solución salina y se homogeniza.

2.    Se filtra la suspensión atreves de la gasa colocando en el embudo, se recoge el filtrado en el tubo cónico.

3.    Se centrifuga la suspensión durante 2 min a 2000rpm.

4.    Se decanta el sobrenadante y se re suspende el sedimento con solución salina, centrifugando, decantando y re suspendiendo 2 veces más.

5.    Al último sedimento se agregan 5ml de solución de formaldehido al 10%, se mezcla y se deja reposar durante 10min.

6.    Se añaden después 0.5ml de éter, se tapa el tubo con tapón de caucho y se agita enérgicamente durante 30 segundos.

7.    Se centrifuga durante 2 minutos a 2000rpm.

8.    Después de centrifugar se observaran 4 capas:

ü  Éter en la superficie.

ü  Un tapón  de restos fecales.

ü  Formaldehido.

ü  Sedimento en fondo del tubo, conteniendo los elementos parasitológicos.

9.    Se decanta el sobrenadante.

10. Se introduce la pipeta Pasteur hasta el sedimento, se extrae una gota de sedimento y se cola en un porta objetos.

11. Se le añade una gota de lugol y con uno de los ángulos de un cubre objetos, se homogeniza, cubriéndolo con el mismo.

12. Se observa la preparación con los objetivos de 10xy 40x.

 

Observaciones: en el estudio microscópico que se le realizo ala muestra pudimos observar la presencia de fibras y quiste.

comentarios: es una muy buena tecnica  para observar  huevecillos, quistes y trofozoitos  en esta ocasion  pudimos visualisar lo esperado. La presencia de quistes es mas bisible en una muestra  de dearrea o en donde hay presencia de moco y sangrado.